A celulose é a mais abundante fonte de carbono presente na madeira e nos resíduos agrícolas, e a sua hidrólise completa é realizada pela ação sinergística de diferentes enzimas, como: as endo-1,4-ß-D-glucanase, exo-1,4-ß-glucanase e ß-glucosidase ou celobiase. O presente trabalho descreve algumas propriedades fisiológicas e bioquímicas do sistema ß-glucosidásico do fungo termofílico Scytalidium thermophilum. Tal fungo foi isolado originalmente do solo da Índia e gentilmente cedido pelo Dr. G. Straastma (Holanda). O meio M8 favoreceu a produção das ß-glucosidases. Entre os açúcares testados como fonte de carbono, avicel e celobiose foram os melhores indutores das ß-glucosidases extracelular e micelial. Quando o fungo foi crescido em dois estágios, observou-se inicialmente a repressão da síntese por glicose e a indução por avicel ou celobiose. Utilizando-se ciclo-heximida, observou-se a síntese "de novo" das proteínas. A ß-glucosidase extracelular foi purificada utilizando-se um fracionamento protéico e uma coluna de troca-iônica DEAE-celulose, de onde foram obtidos duas atividades enzimáticas denominadas ß-glucosidases I e II. A ß-glucosidase I foi aplicada em coluna de troca iônica CM-celulose, enquanto que a ß-glucosidase II foi aplicada em Sephadex G-100. A ß-glucosidase I foi purificada 2 vezes com 4.0% de recuperação, ao passo que a ß-glucosidase II foi purificada 2,4 vezes com 2.0% de recuperação. A ß-glucosidase micelial foi purificada utilizando-se um choque térmico, fracionamento protéico, coluna de filtração Sephadex G-100 e uma coluna troca-iônica DEAE-celulose. Foi purificada 23 vezes com recuperação de 25%. A ß-glucosidases extracelular I e micelial apresentaram um temperatura ótima aparente de 70 e 60°C e um pH de 5.5 e 6.0, respectivamente. Ambas enzimas foram inibidas por Ag+2 e Hg+2. A ß-glucosidases extracelular I e micelial possuem um peso molecular de 40.7 kDa e 39kda (SDS-Page) e 57 kDa e 33,8 kda (Sephadex G-100), respectivamente. A ß-glucosidase extracelular I foi capaz de hidrolisar PNP-glu, PNP-xil, celobiose, xilana e CMC, enquanto que a ß-glucosidase micelial hidrolisou PNP-glu, PNP-fuc, PNP-xil, PNPgal, ONPG e lactose. Ambas enzimas foram ativadas por glicerol a 1M. A ß-glucosidase extracelular I foi ativada por xilose, frutose e lactose, e se mostrou resistente a glicose 50mM, enquanto que a ß-glucosidase micelial foi ativada por glicose e xilose. ß-glucosidases extracelular I e micelial apresentaram um PI de 4.0 e 6.5, respectivamente. Os parâmetros cinéticos estimados para a ß-glucosidase extracelular I foram de Km 4,33 e 0,342mM e Vmáx de 5,37 e 2,0µmoles/min/mg prot. para celobiose e PNP-glu, respectivamente. O valor de Ki (Constante de Inibição) foi de 71mM para glicose. Para a ß-glucosidase micelial, os valores de Km e Vmáx foram de 0,29mM e 13,27µmoles/min/mg prot; 0,5 mM e 7,25µmoles/min/mg prot e 1,61 mM e 4,12µmoles/min/mg prot para os substratos PNP-glu, PNP-fuc e celobiose, respectivamente. Na presença de glicose e xilose os valores de Km e Vmáx foram de 1,26mM e 40,04 µmoles/min/mg.prot, e 1,33mM, e 30,49 µmoles/min/mg prot, respectivamente para o PNP-glu. O valor de Ki (Constante de Inibição) foi de 1,32mM para celobiose. A análise dos produtos de hidrólise das ß-glucosidases extracelular I e micelial foram anlisadas em TLC, e revelaram que ambas enzimas realizam hidrólise quando celobiose foi utilizada a 10mM, e transglicosilação quando celobiose foi utilizada a 250mM. Os resultados aqui apresentados demonstram importante papel importante do Scytalidium como produtor de ß-glucosidase com potencial na sacarificação enzimática da celulose.

Cellulose is the most abundant carbon source found in woods and waste residues. In nature the complete hidrolysis of cellulose occurs by the sinergistic action of several enzymes such endo-1,4-ß-D-glucanase, exo-1,4-ß-glucanase e ß-glucosidase or cellobiase. The present work describe some physiological and biochemical properties of ß-glucosidase system from thermophilic fungus Scytalidium thermophilum. The fungus was gift to Dr. Straastma (Mushroom Experimental Station, The Netherlands). The culture medium M8 enhance the production of ß-glucosidase. Among carbohydrates tested as carbon source, avicel and cellobiose were the best inducers of ß-glucosidase extracellular and mycelial. When the fungus was grown in two stages, observed the repression by glucose, and induction by avicel or cellobiose. The presence of cycloheximide inhibited the syntesis of ß-glucosidase, suggesting that the enzyme produced in the presence of indutors required "de novo" synthesis. Extracellular ß-glucosidase was purified using the precipitation with 75% amonium sulfate, ion exchange cromatography column DEAE-cellulose, and were obtained two activities: ß-glucosidase extracellular I and II. The ß-glucosidase I was applied to a CM-cellulose colunm, while ß-glucosidase II was applied to a Sephadex G-100 colunm. The ß-glucosidase II was purified two times and 4% yield, and the ß-glucosidase II was purified 2,4 times and 2% yield. The mycelial ß-glucosidase was purified using the termic treatment, a precipitation with 75% amonium sulfate followed by Sephadex G-100 and DEAEcellulose. The enzyme was purified 23 time with 23% yield. The ß-glucosidase extracellular II and mycelial shown optima of temperature and pH of 60°C and 70°C, 4.4 and 6.0, respectively. Hg+2 and Ag+2 ions were strong inhibitors of ß-glucosidase extracellular I and mycelial. The molecular weight of ß-glucosidase extracellular I and mycelial was stimated as 40.7 KDa and 39KDa (SDS-PAGE) and 57kDa and 33.8 kDa (Sephadex G-100). The ß-glucosidase extracellular I hydrolyzed PNP-glu, PNP-xyl, cellobiose,xylan and CMC, while ß-glucosidase mycelial hydrolyzed PNP-fuc, PNP-xyl, PNP-gal, ONPG and lactose. Both enzymes were activeted by glycerol 1M. The ß-glucosidase extracellular I was activeted by xylose, fructose and lactose, and show strong at glucose 50mM. The ß-glucosidase mycelial was activeted by glucose and xylose. ß-glucosidase extracellular I and mycelial shows PI 4.0 and 6.5, respectively. The kinects studies reveled for ß-glucosidase extracellular I a Km of 4,33 and 0,342mM and Vmáx of 5,37 and 2,0µmoles/min/mg prot for cellobiose and PNP-glu, respectively. The Ki values obtained from Dixon plots was 71mM for glucose. To ß-glucosidase mycelial the Km and and Vmáx were 0,29mM e 13,27µmoles/min/mg prot; 0,5 mM e 7,25µmoles/min/mg prot and 1,61 mM and 4,12µmoles/min/mg prot for PNP-glu, PNPfuc and cellobiose, respectively. Using xylose or glucose the Km and Vmáx was 1,26mM e 40,04 µmoles/min/mg.prot, and 1,33mM, e 30,49 µmoles/min/mg prot, respectively for PNP-glu. The Ki values obtained from Dixon plots was 1,32mM using cellobiose. The products of hydrolisis of cellobiose by the action of purified enzymes glucosidase extracellular I and mycelial were analised in thin-layer-cromatography, and show hydrolisis of cellobiose at 10mM,and transglycosilation reaction when cellobiose was using at 250mM. The intrinsic biochemical and regulatory properties the ß-glucosidase system of Scytalidium support the idea that organism may be useful for biotechnological applications.