Triptofano (TRP) é metabolizado por duas vias, a via serotonérgica e a via das quinureninas. Na via serotonérgica, TRP é metabolizado a serotonina (5-HT) e, em algumas células, à melatonina (MLT) que pode ser oxidada à N¹-acetil-N²-formil-5- metoxiquinuramina (AFMK) e N¹-acetil-5-metoxiquinuramina (AMK) por ação de peroxidases. Na via das quinureninas o TRP é diretamente metabolizado à N formilquinurenina (NFK) e em seguida a quinurenina (QUIN). A enzima indolamina 2, 3 dioxigenase (IDO) é uma das responsáveis por esta reação. Dada a importância da IDO na tolerância imunológica e pelo fato desta enzima ser induzível nos propusemos a avaliar a existência de uma regulação cruzada entre esta enzima e a via serotonérgica. Avaliando a interferência de AMK sobre a ação de IDO e a interferência de QUIN sobre a formação de AFMK por peroxidases, observamos uma possível interação entre as vias. AMK é um inibidor competitivo clássico de IDO e o Ki encontrado foi de 0,98 mM. QUIN é um inibidor acompetitivo linear simples da formação de AFMK e o Ki encontrado foi de 0,1 mM. A inibição da formação de AFMK também ocorre para a peroxidase humana (mieloperoxidase, MPO). Além de representarem uma regulação cruzada utilizada in vivo, as inibições encontradas podem ser relevantes para a proposta de novos inibidores de IDO e MPO na terapia imunomodulatória. Dado o nosso interesse pelas enzimas IDO e MPO, avaliamos ainda a localização intracelular destas enzimas em células de peritônio de camundongo, tanto residente como ativada com concanavalina A (Con A). O estímulo com Con A representa uma ativação de linfócitos T mediado por interferon gama (IFN-γ) e foi usado como modelo experimental para avaliar condições de localização em células ativadas. Por imunocitoquímica verificamos que IDO e MPO localizam-se próxima à membrana plasmática sendo que uma leve dispersão apenas de MPO foi observada em células ativadas com Con A. A localização intracelular das duas enzimas é no citoplasma, vesículas e núcleo. Curiosamente, verificamos MPO em células isoladas e também em agrupamentos celulares de duas ou mais células. Por citometria de fluxo identificamos macrófagos, linfócitos B1 e agrupamentos celulares como células que contém MPO. A mobilização de MPO durante a ativação celular, a presença de MPO em linfócitos e a presença de MPO e IDO em núcleos são informações novas que sugerem novas atividades para estas enzimas.

Tryptophan (TRP) is metabolized by two mains pathways, the serotoninergic pathway and the kynurenine pathway. In the serotoninergic pathway, TRP is metabolized to serotonin (5-HT) and, in some cells, to melatonin (MLT). The later can even be oxidized to acetyl-N¹-N²-formyl-5-methoxykynuramine (AFMK) and N¹-acetyl-5 -methoxykynuramine (AMK) by peroxidases. In the kynurenine pathway, TRP is metabolized to N-formylkynurenine (NFK) and to kynurenine (KYN). Indoleamine 2, 3 dioxygenase (IDO) is one of those responsible for this reaction. Since IDO is importat in immune tolerance and the fact that this enzyme is inducible by cytokines we proposed whether there is a cross regulation between this enzyme and the serotoninergic pathway. A possible interaction between MLT and TRP oxidation pathways was shown by the AMK influence on IDO activity and QUIN interference on AFMK formation by peroxidases. AMK was shown to be an IDO classical competitive inhibitor with a Ki of 0.98 mM. QUIN was a peroxidase (horseradish peroxidase, HRP) classical uncompetitive inhibitor and Ki was found to be 0,1 mM. AFMK formation inhibition was also found in human peroxidase (myeloperoxidase, MPO). Beyond the in vivo crosstalk, new IDO and MPO inhibitors in immunomodulatory therapy would be proposed by the compounds shown in this study. Given our interest in IDO and MPO, we also evaluated their intracellular localization in both resident and concanavalin A (Con A) activated mice peritoneum cells. Con A stimulation is a IFN-γ mediated T lymphocytes activation and was our experimental model to evaluate activated cells. In light microscopy we observed IDO and MPO localization near the membrane and MPO only had a dispersed localization in Con A activated cells. Cytoplasm, nucleus and vesicles were the intracellular localization of both enzymes. Interestingly, we found MPO in isolated cells and in cell clusters of two or more cells. MPO was founded on macrophages, B1 cells and cell clusters by flow cytometry. The MPO mobilization during cell activation, the presence of MPO in lymphocytes and the presence of MPO and IDO in nuclei are new informations to suggest new activities for these enzymes.