Este trabalho envolveu reações de biocatálise com objetivo de obter compostos enantiomericamente puros. Assim foram realizadas reações de redução de derivados de acetofenonas, resolução enzimática de alcoóis e azido-alcoóis e imobilização de células fúngicas em suportes sólidos para aplicação em biocatálise. Foi realizada a redução enantiosseletiva da 1-(4-metoxifenil)etanona (1) através da triagem com nove fungos marinhos (Aspergillus sydowii CBMAI 935, A. sydowii CBMAI 934, A. sclerotiorum CBMAI 849, Bionectria sp. CBMAI 936, Beauveria felina CBMAI 738, Cladosporium cladosporioides CBMAI 857, Mucor racemosus CBMAI 847, Penicillium citrinum CBMAI 1186, P. miczynskii CBMAI 930). Os fungos A. sydowii CBMAI 935 e Bionectria sp. CBMAI 936 catalisaram a biorredução estereosseletiva da 1-(4-metoxifenil)etanona (1) para o correspondente (R)-1-(4-metoxifenil)etanol (1a) com excelentes excessos enantioméricos (>99%). Os fungos B. felina CBMAI 738 e P. citrinum CBMAI 1186 catalisaram a biorredução estereosseletiva da cetona 1 para o correspondente S-álcool 1a com 69% de excesso enantiomérico. Os fungos marinhos (A. sclerotiorum CBMAI 849, A. sydowii CBMAI 934, B. felina CBMAI 738, M. racemosus CBMAI 847, P. citrinum CBMAI 1186, P. miczynskii CBMAI 931, P. miczynskii CBMAI 830, P. oxalicum CBMAI 1185, Trichoderma sp. CBMAI 932) foram utilizados na bioconversão assimétrica das iodoacetofenonas 2-4 para os correspondentes iodofeniletanois 2a-4a. Todos os fungos marinhos produziram exclusivamente (S)-o-iodofeniletanol (2a) e (S)-m-iodofeniletanol (3a) com diferentes valores de excessos enantioméricos (62-99%). Os fungos B. felina CBMAI 738, P. miczynskii CBMAI 830, P. oxalicum CBMAI 1185 e Trichoderma sp. CBMAI 932 produziram o correspondente (R)-p-iodofeniletanol (4a) com excessos enantioméricos de 32-99%. A bioconversão da p-iodoacetofenona (4) com células microbianas do P. oxalicum CBMAI 1185 mostrou uma competição entre a reação de redução e oxidação. Também foram realizadas as reduções das ceto-azidas 13-16 com fungos marinhos fornecendo bons resultados de seletividade (28-99% ee). As células microbianas dos fungos A. sclerotiorum CBMAI 849 e P. citrinum CBMAI 1186 foram imobilizadas em suportes de sílica gel, xerogel de sílica e quitosana. As células do P. citrinum CBMAI 1186 imobilizadas em quitosana catalisaram a redução da 1-(4-metoxifenil)-etanona (1) para o correspondente (S)-1-(4-metoxifenil)-etanol (1a) com excelente excesso enantiomérico (>99%). O fungo P. citrinum CBMAI 1186 imobilizado em quitosana também catalisou a biorredução de 2-cloro-1-feniletanona (7) para o 2-cloro-1-feniletanol (7a), mas neste caso, sem seletividade. Neste trabalho também foram realizadas as resoluções quimio-enzimáticas dos (±)-o-iodofeniletanol (2a), (±)-m-iodofeniletanol (3a), (±)-p-iodofeniletanol (4a), (±)-2-azido-1-feniletanol (13a), (±)-2-azido-1-(4-metoxifenil)etanol (14a), (±)-2-azido-1-(4-bromofenil)etanol (15a), (±)-2-azido-1-(4-nitrofenil)etanol (16a) e (±)-2-azido-1-(4-clorofenil)etanol (17a) com a lipase CALB. Os (S)-m-iodofeniletanol (3a) e (S)-p-iodofeniletanol (4a) foram obtidos com excelentes excessos enantioméricos (>99%) e posteriormente foram utilizados na síntese de compostos bifenílcos quirais por reação de acoplamento Suzuki fornecendo bons rendimentos (63-65%). A resolução quimio-enzimática dos azido-alcoóis 13a-17a foram realizadas com lipase Candida atarctica e os (R)-2-azido-1-feniletanol (13a), (R)-2-azido-1-(4-metoxifenil)etanol (14a), (R)-2-azido-1-(4-bromofenil)etanol (15a), (R)-2-azido-1-(4-nitrofenil)etanol (16a) obtidos foram utilizados na síntese dos triazóis quirais (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)-1-feniletanol (13), (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)-1-(4-metoxifenil)etanol (14), (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)-1-(4-bromofenil)etanol (15) e (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)-1-(4-nitrofenil)etanol (16) e (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)-1-(4-clorofenil)etanol (17), obtidos com ótimos rendimentos (79-85%).

This work involved reactions of biocatalysis in order to obtain enantiomerically pure compounds. Thus reactions were performed reduction of acetophenones derivatives, enzymatic resolution of azido-alcohols, secondary alcohols and immobilization of fungal cells on solid supports for use in biocatalysis. We performed the enantioselective reduction of 1-(4-methoxyphenyl)ethanone (1) by screening with nine marine fungi (Aspergillus sydowii CBMAI 935, A. sydowii CBMAI 934, A. sclerotiorum CBMAI 849, Bionectria sp. CBMAI 936, Beauveria felina CBMAI 738, Cladosporium cladosporioides CBMAI 857, Mucor racemosus CBMAI 847, Penicillium citrinum CBMAI 1186, P. miczynskii CBMAI 930). The fungi A. sydowii CBMAI 935 and Bionectria sp. 936 CBMAI catalyzed stereoselective bioreduction of 1-(4-methoxyphenyl)ethanone (1) to the corresponding (R)-1-(4-methoxyphenyl)ethanol (1a) with excellent enantiomeric excess (>99%). Fungi B. felina CBMAI 738 and P. citrinum 1186 CBMAI catalyzed stereoselective bioreduction of ketone 1 to the corresponding S-alcohol 1a with 69% enantiomeric excess. The marine fungi (A. sclerotiorum CBMAI 849, A. sydowii CBMAI 934, B. felina CBMAI 738, M. racemosus CBMAI 847, P. citrinum CBMAI 1186, P. miczynskii CBMAI 931, P. miczynskii CBMAI 830, P. oxalicum CBMAI 1185, Trichoderma sp. CBMAI 932) were used in the bioconversion of asymmetric iodoacetophenones 2-4 to the corresponding iodophenylethanols 2a-4a. All marine fungi produced exclusively (S)-o-iodophenylethanol (2a) and (S)-m-iodophenyletanol (3a) with different values of enantiomeric excess (62-99%). Fungi B. felina CBMAI 738, P. miczynskii CBMAI 830, P. oxalicum CBMAI 1185 and Trichoderma sp. CBMAI 932 produced the corresponding (R)-p-iodophenylethanol (4a) with enantiomeric excess of 32-99%. The bioconversion of p-iodoacetophenone (4) with microbial cells of P. oxalicum CBMAI 1185 showed a competition between oxidation and reduction reaction. Were also performed reductions of azido-ketones 13-16 with marine fungi providing good results of selectivity (28-99% ee). Microbial cells of fungi A. sclerotiorum CBMAI 849 and P. citrinum CBMAI 1186 were immobilized on supports of silica gel, silica xerogel and chitosan. Whole cells of P. citrinum 1186 CBMAI immobilized on chitosan catalyzed the reduction of 1-(4-methoxyphenyl)ethanone (1) to the corresponding (S)-1-(4-methoxyphenyl)ethanol (1a) with excellent enantiomeric excess (>99%). The fungus P. citrinum 1186 CBMAI immobilized on chitosan also catalyzed the bioreduction of 2-chloro-1-phenylethanone (7) to 2-chloro-1-phenylethanol (7a), but in this case without selectivity. In this work were also performed chemo-enzymatic resolutions of (±)-o-iodophenylethanol (2a), (±)-m-iodophenylethanol (3a), (±)-p-iodophenylethanol (4a), (±)-2-azido-1-phenylethanol (13a), (±)-2-azido-1-(4-methoxyphenyl)ethanol (14a), (±)-2-azido-1-(4-bromophenyl)ethanol (15a), (±)-2-azido-1-(4-nitrophenyl)ethanol (16a) and (±)-2-azido-1-(4-chlorophenyl)ethanol (17a) with the lipase Candida atarctica. The (S)-m-iodophenylethanol (3a) and (S)-p-iodophenylethanol (4a) were obtained with excellent enantiomeric excess (>99%) and were subsequently used in the synthesis of chiral biphenyl compounds by the Suzuki reaction with good yields (63-65%). Chemoenzymatic resolution of azido-alcohols 13a-17a were carried out using lipase CALB and (R)-2-azido-1-phenylethanol (13a), (R)-2-azido-1-(4-methoxyphenyl)ethanol (14a), (R)-2-azido-1-(4-bromophenyl)ethanol (15a), (R)-2-azido-1-(4-nitrophenyl)ethanol (16a) obtained were used in the synthesis of chiral triazoles (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-yl)-1-phenylethanol (13), (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-yl)-1-(4-methoxyphenyl)ethanol (14) (R)-2-(1H-benzo [d][1,2,3]triazol-1-yl)-1-(4-bromophenyl)ethanol (15) and (R)-2-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-yl)-1-(4-nitrophenyl)ethanol (16) and (R)-2-(1H-benzo[d] [1,2,3]triazol-1-yl)-1-(4-chlorophenyl)ethanol (17) obtained in good yields (79-85%).