Biofilmes de Listeria monocytogenes são fontes potenciais de contaminação de alimentos processados e podem diminuir a efetividade de procedimentos de higienização e sanitização nas indústrias. No presente estudo foi avaliada a estrutura e a dispersão de biofilmes formados por duas cepas de L. monocytogenes em diferentes superfícies, como aço inoxidável, vidro e poliestireno. Foram utilizados diferentes sistemas de cultivo como microplacas de 96 poços de poliestireno e de aço inoxidável, microplacas de 24 poços contendo lâminas circulares de aço inoxidável ou de vidro e, câmaras de poliestireno contendo 8 poços com fundo de borossilicato (vidro). Os experimentos foram realizados com incubação por 1, 4 e 8 dias a 25°C. A formação de biofilme foi verificada em microplacas de 96 de poliestireno e de aço inoxidável através do método de quantificação de biomassa do biofilme por coloração com cristal violeta, e também em sistema de microplaca de 24 poços contendo lâminas circulares de aço inoxidável ou de vidro, através de enumeração em placa das células aderidas nas superfícies. As estruturas dos biofilmes foram observadas por meio de microscopia de fluorescência (para o sistema de microplaca de 24 poços contendo lâminas circulares de aço inoxidável) e através de microscopia confocal a laser (para o sistema com câmaras com fundo de vidro). Para isso, os biofilmes foram corados com o kit de viabilidade bacteriana LIVE/DEAD®, a fim de diferenciar as células viáveis (coradas com Syto 9) das células mortas (coradas com iodeto de propídeo), sendo feitas estimativas do número de células aderidas à superfície de vidro através de quantificação por fluorescência. Foram realizados testes de concentração inibitória mínima (CIM) e concentração bactericida mínima (CBM) de óleos essenciais de plantas de Cymbopogon citratus (capim-limão) e de Zingiber officinale (gengibre) e de dois sanitizantes comerciais (um à base de óleo de coco babaçu e outro à base de dióxido de cloro) frente a L. monocytogenes. Posteriormente, foi testada a eficácia desses antimicrobianos na remoção de biofilmes de L. monocytogenes formados por 4 e 8 dias a 25ºC, em superfície de aço inoxidável e de vidro, através da enumeração em placas de células aderidas e de observações microscópicas. Foi também avaliada a presença de moléculas relacionadas ao estresse oxidativo e nitrosativo em biofilmes maduros de duas cepas de L. monocytogenes formados em superfícies de aço inoxidável e de vidro, para o estudo do possível efeito do óxido nítrico (NO) exógeno e de inibidores de NO na dispersão de células do biofilme e na alteração dos níveis de expressão de genes de L. monocytogenes relacionados ao estresse oxidativo e nitrosativo (Lmo0990, Lmo0807 e Lmo1485), bem como à regulação do gene de virulência e formação de biofilme (PrfA). Foi verificada a presença de intermediários de oxigênio reativo (ROI - reactive oxygen intermediates) e de intermediários de nitrogênio reativo (RNI - reactive nitrogen intermediates) nos biofilmes de L. monocytogenes com 4 e 8 dias de incubação a 25ºC formados em superfícies de aço inoxidável e de vidro, por meio de marcadores ii fluorescentes específicos e visualizações microscópicas. A fim de confirmar indiretamente a presença de óxido nítrico (NO) em cultivos de L. monocytogenes incubados por 4 e 8 dias a 25ºC, foi realizada a dosagem de nitrito com o emprego do reagente Griess. Foram realizados testes de concentração inibitória mínima (CIM) do doador de óxido nítrico como nitroprussiato de sódio (SNP) e dos inibidores de NO como N?-Nitro-L-arginina metil éster (L-NAME) e 2-(4-carboxifenil)-4,4,5,5- tetrametilimidazolina-1-oxi-3-óxido (Carboxi-PTIO sal de potássio, C-PTIO) frente a L. monocytogenes. Foi testada a eficácia do SNP e dos inibidores de NO na remoção de biofilmes pré-formados por 4 e 8 dias de L. monocytogenes em superfície de aço inoxidável. Os resultados deste trabalho demonstraram que o biofilme de L. monocytogenes formado em vidro e em aço inoxidável apresentou uma arquitetura microscópica semelhante a um "favo de mel", com presença de canais de água, bem como cavidades de tamanhos variados devido à dispersão de grupos de células planctônicas ou morte celular. A utilização de óleos essenciais e/ou sanitizantes comerciais por 1h em biofilmes de L. monocytogenes formados por 4 e 8 dias, foi eficaz na redução do número de células aderidas na superfície de aço inoxidável e de vidro. No biofilme de L. monocytogenes foram detectadas moléculas relacionadas ao estresse oxidativo como peróxido de hidrogênio (H2O2) e radicais superóxidos, bem como moléculas de estresse nitrosativo como óxido nítrico (NO) e peroxinitrito. A adição de NO exógeno (por meio do doador SNP) e a adição de inibidores de NO no meio de cultivo não alteraram o crescimento planctônico de L. monocytogenes. Foi observado que a exposição a SNP e a inibidores de NO por 1h em biofilmes de L. monocytogenes pré-formados por 4 e 8 dias, não induziu a dispersão celular. A adição de NO exógeno bem como a remoção de NO do meio de cultura por moléculas inibidoras não alteraram o nível de expressão dos genes Lmo1485, Lmo0990, Lmo0807 e PrfA, em culturas de L. monocytogenes de 8 dias. A utilização de óleos essenciais de plantas e/ou sanitizantes comerciais em biofilmes pré-formados pode ser uma alternativa eficaz na eliminação de L. monocytogenes em superfícies de manipulação de alimentos, mas a melhor estratégia de controle é impedir a formação de biofilme pelo emprego de tratamentos combinados nos estágios iniciais de contaminação. Em conclusão, L. monocytogenes formou biofilme com estruturas bem definidas que podem contribuir para a sobrevivência e disseminação da bactéria no ambiente de processamento de alimentos. Apesar de L. monocytogenes não formar um biofilme espesso com multicamadas, as células aderidas apresentam geralmente maior resistência à ação dos antimicrobianos em comparação com as células planctônicas, conseguindo sobreviver e persistir na superfície, com mecanismos regulatórios bastante eficientes frente a diferentes tipos de estresse.

Biofilms of Listeria monocytogenes are potential sources of contamination of processed foods, and may interfere in the effectiveness of cleaning and sanitizing procedures in food industry. In the present study the structures and dispersion of biofilms formed by two strains of L. monocytogenes on different abiotic surfaces, such as stainless steel, glass and polystyrene were evaluated. Different cultivation systems such as polystyrene and stainless steel 96-wells microplates, 24-wells microplates containing round stainless steel or glass slides, and 8-wells polystyrene chambers with borosilicate bottom were used. The experiments were done for 1, 4 and 8 days of incubation at 25°C. Biofilm formation was observed in 96-wells microplates of polystyrene and stainless steel by the quantification of biofilm biomass by staining with crystal violet, and also in 24-wells microplates system with circular slides of stainless steel or glass, with enumeration of adhered cells on agar plates. The structure of biofilms were observed by fluorescence microscopy (for the system of 24-wells microplates containing circular slides of stainless steel) and by confocal laser scanning microscopy (for the system of glass bottom chambers). For this, biofilms were stained with the LIVE/DEAD® bacterial viability kit, in order to differentiate viable cells (stained with Syto 9) from dead cells (stained with propidium iodide). The estimative of the number of viable cells was done by measurement of fluorescence. Minimum inhibitory concentration (MIC) and minimum bactericidal concentration (MBC) of the essential oils plants of Cymbopogon citratus (lemon grass) and Zingiber officinale (ginger) and two commercial sanitizers (babassu coconut oil-based sanitizer and chlorine dioxide-based sanitizer) against L. monocytogenes were also determined. Subsequently, the antimicrobials were evaluated against L. monocytogenes biofilms formed by 4 and 8 days at 25°C on the stainless steel and glass surfaces by enumeration on agar plates of adhered cells and microscopic observations. The presence of molecules related to oxidative and nitrosative stresses in mature biofilms of two strains of L. monocytogenes formed on glass and stainless steel surfaces was also evaluated, and the possible role of exogenous nitric oxide (NO) and inhibitors of NO were studied for induction of biofilm dispersal cells and changed of genic expression levels of L. monocytogenes related to oxidative and nitrosative stress genes (Lmo0990, Lmo0807 and Lmo1485), as well as the regulation of virulence and biofilm formation gene (PrfA). The presence of reactive nitrogen intermediates (RNI) and reactive oxygen intermediates (ROI) was investigated in biofilms of L. monocytogenes formed on stainless steel and glass surfaces with 4 and 8 days-old at 25°C, using specific fluorescent dyes and microscopic views. In order to indirectly confirm the presence of nitric oxide (NO) in cultures of L. monocytogenes incubated for 4 and 8 days at 25°C, the dosage of nitrite was carried out with Griess reagent. The minimum inhibitory concentration (MIC) of a nitric oxide donor as sodium nitroprusside (SNP) and two NO inhibitors such as N-nitro-L-arginine methyl ester (L-NAME) and 2-(4-carboxyphenyl)-4,4,5,5- tetrametilimidazoline-1-oxy-3-oxide (Carboxy-potassium salt, C-PTIO), were iv evaluated for L. monocytogenes. It was also determined the effectiveness of SNP and of the two inhibitors of NO to eliminate biofilms of L. monocytogenes preformed for 4 and 8 days on stainless steel surfaces. The results of this work showed that L. monocytogenes biofilms formed on glass and on stainless steel surfaces, presented similar microscopic architectures in a "honeycomb" like structure, with water channels and hollows of different sizes, possibly due to cell dispersion or death. The exposure to essential oils and/or commercial sanitizers for 1h for L. monocytogenes biofilms formed for 4 and 8 days was effective in reducing the number of cells adhered on stainless steel and on glass surfaces. In biofilms of L. monocytogenes, molecules were detected related to oxidative stress such as hydrogen peroxide (H2O2) and superoxide radicals, as well as molecules related to nitrosative stress as nitric oxide (NO) and peroxynitrite. The addition of exogenous NO (SNP) and inhibitors of NO in the culture medium did not inhibit planktonic growth of L. monocytogenes, and exposure to SNP and to inhibitors of NO for 1 h for biofilms of L. monocytogenes preformed by 4 and 8 days did not induce cell dispersion. The addition of exogenous NO and NO removal from the culture medium by inhibitory molecules did not alter the level of expression of Lmo1485, Lmo0990, and PrfA Lmo0807 genes in cultures of 8- days-old of L. monocytogenes. The use of essential oils from plants and/or sanitizing commercial agents on pre-formed biofilms can be an effective alternative in the control of L. monocytogenes in food handling surfaces, but the best control strategy is avoid the biofilm formation by applying combined treatments in initial stages of contamination. In conclusion, L. monocytogenes formed biofilms with well defined structures that may contribute to the survival and spread of bacteria in food processing environment. Despite L. monocytogenes do not form a multilayer thick biofilms, adherent cells generally have greater resistance to antimicrobial activity compared to planktonic cells, surviving and persisting on the surface with regulatory mechanisms effective against different types of stress.