A trealase intestinal de Tenebrio molitor foi purificada após três etapas cromatográficas (interação hidrofóbica, troca iônica e gel filtração), obtendo-se uma recuperação de 46 %, uma atividade específica de 16,5 U/mg de proteína e um enriquecimento de 73 vezes. A proteína purificada apresenta uma massa molecular de 58 kDa estimada por plotes de Ferguson, pH ótimo de 5,3 e K_m de 0,43 ± 0,03 mM. Estudos de inibição com a enzima purificada mostraram que a mesma é inibida competitivamente por amigdalina (K_i = 0,22 mM), prunasina (K_i = 0,43 mM), florizina (K_i = 0,50 mM), floretina (K_i = 0,008 mM), metil-α-manosídeo (K_i = 0,43 mM), salicina (K_i = 186 mM), e glucono-δ-lactona (K_i = 1,4 mM). Mandelonitrila apresentou inibição mista com K_i = 3,8 e -α = 1,5. A enzima não apresentou inibição por 1,10 fenantrolina, gentibiose, metil-α-glucosídeo e Tris, em concentração de mM, 10 mM, 200mM, e 264 Mm, respectivamente. Experimentos de inibição, inibição múltipla e de proteção da enzima contra modificadores de resíduos específicos de aminoácidos permitiram idealizar um esquema para o sítio ativo da trealase. Esse sítio ativo teria dois sítios assimétricos para a ligação de glicose. Em um dos sub-sítios liga-se o inibidor floritina e no outro os inibidores metil-α-manosídeo e glucono-δ-lactona. Nesse último está presente um resíduo de histidina que tem como papel modular o pK_a do carboxilato catalítico. Esse e o resíduo de arginina que atua como doador de prótons, encontra-se na região entre os dois sub-sítios. RT-PCR foi usado para clonar o cDNA codifica a trealase intestinal de T. molitor. Esta proteína é solúvel e apresenta massa molecular prevista pela sequência de 61 kDa. Tomando por base a seqüência de aminoácidos, esta trealase pode ser classificada na família 37 das glicosídeo hidrolases e faz parte do clã G, onde não se conhecem quais são os grupos envolvidos em catálise e nem a estrutura tridimensional de seus componentes.

Intestinal trehalase was purified from Tenebrio molitor larvae after three chromatographic steps (hidrophobic, interaction, ion exchange chromatography and gel filtration). The pure enzyme has an specific activity of 16.5 U/mg, molecular mass of 58 kDa, optimum pH of 5.3 and K_m of 0.43 ± 0.03 mM. Amygdalin (K_i = 0.22 mM), prunasin (K_i = 0.43 mM), phlorizin (K_i = 0.50 mM), phloretin (K_i = 0.008 mM), methyl-α-mannoside (K_i = 43 mM), salicin (K_i = 186 mM), and glucone-δ-lactone (K_i = 1.4 mM) are competitive inhibitors of the enzyme. Mandelonitrile (the aglycon of the glucosides amygdalin and prunasin) is a non-competitive mixed-type inhibitor (K_i = 3.8 mM and α = 1.5). Gentiobiose, methyl-α-glucoside, 1,10 phenanthroline and Tris in concentrations of 10 mM, 200 mM, 4 mM, and 264 mM, respectively, were unable to inhibit the enzyme. We designed a model for trehalase active site, taking into account inhibition and multiple inhibition experiments plus protection afforded by competitive inhibitors against the chemical modification of amino acid residues. The site has two assimetric subsites for glucose binding. Phloretin binds to subsite II and methyl-α-mannoside and glucone-δ-lactone bind to subsite I. In this subsite, one His residue modulates the p(K_a of the carboxylate group that acts as a nucleophile in catalysis. The carboxylate and one Arg residue, that acts as a proton donor, are placed in the region between the two subsites. Using RT-PCR techniques, the cDNA coding for T. molitor intestinal trehalase was cloned. From the sequence, we can suppose that the enzyme is soluble and calculate that the molecular mass of the protein would be 61 kDa. T. molitor trehalase can be classified as a member of family 37 of glycoside hydrolases. No member of this family has their catalytical groups nor its 3D structure known.